Метод in vivo биотинилирования рекомбинантных белков вируса натуральной оспы

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

В работе реализован метод специфического in vivo биотинилирования рекомбинантных белков M1 и B7 вируса натуральной оспы при биосинтезе в клетках СНО-К1. Для этого проводили коэкспрессию биотин-лигазы BirА и целевых генов, кодирующих эктодомены белков M1 и B7 с С-концевым avi-tag в клетках СНО-К1 в присутствии биотина в культуральной среде. Оптимальная концентрация биотина для экспрессии белков M1 и B7 составила 125 мкМ. Продукция биотинилированных рекомбинантных белков была осложнена низким выходом. Для повышения продукции целевых белков в культуральную среду добавляли низкомолекулярные энхансеры: лития ацетат, натрия вальпроат и кофеин. Энхансеры увеличивали продукцию целевого белка в 1.3–4.9 раза и не оказывали негативного влияли на выход биотинилированного белка. Наиболее высокий выход биотинилированного белка достигался при одновременном добавлении лития ацетата в концентрации 10 мМ и натрия вальпроата 2.5 мМ. Полученные таким образом белки могут быть использованы для сортировки специфических В-лимфоцитов.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

В. Н. Никитин

Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии “Вектор” Роспотребнадзора

Email: dnshcherbakov@gmail.com
Россия, р.п. Кольцово, 630559

Ю. А. Меркульева

Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии “Вектор” Роспотребнадзора

Email: dnshcherbakov@gmail.com
Россия, р.п. Кольцово, 630559

Д. Н. Щербаков

Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии “Вектор” Роспотребнадзора; Алтайский государственный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: dnshcherbakov@gmail.com
Россия, р.п. Кольцово, 630559; Барнаул, 656049

Список литературы

  1. Mendoza-Topaz C. // Methods Mol. Biol. 2020. V. 2169. P. 89–103.
  2. Habel J.E. // Methods Mol. Biol. 2021. V. 2261. P. 357–379.
  3. Suzuki Y., Kadomatsu K., Sakamoto K. // The Journal of Biochemistry. 2023. V. 173. № 6. P. 413–415. https://doi.org/10.1093/jb/mvad013
  4. De Boer E., Rodriguez P., Bonte E., Krijgsveldt J., Katsantoni E., Heckt A. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2003. V. 100. № 13. P. 7480–7485.
  5. Kido K., Yamanaka S., Nakano S., Motani K., Shinohara S., Nozawa A., et al. // Elife. 2020. V. 9. https://doi.org/10.7554/eLife.54983
  6. Kulyyassov A., Ramankulov Y., Ogryzko V. // Life. 2022. V. 12. № 2. P. 300. https://doi.org/10.3390/life12020300
  7. Wang Q., Wagner R.T., Cooney A.J. // PLoS One. 2013. V. 8. № 5. P. e63532. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0063532
  8. Roldán J.S., Cassola A., Castillo D.S. // Biotechnology Reports. 2020. V. 25. p. e00434. https://doi.org/10.1016/j.btre.2020.e00434
  9. Rahimi A., Karimipoor M., Mahdian R., Alipour A., Hosseini S., Mohammadi M. et al. // Iran J. Biotechnol. 2023. V. 21. № 2. e3388. https://doi.org/10.30498/ijb.2023.343428.3388
  10. Ghaderi D., Zhang M., Hurtado-Ziola N., Varki A. // Biotechnology & Genetic Engineering Reviews. 2013. V. 28. P. 147–176.
  11. Y ang W., Zhang J., Xiao Y., Li W., Wang T. // Front. Bioeng. Biotechnol. 2022. V. 10. P. 858478. https://doi.org/10.3389/fbioe.2022.858478
  12. Bhatwa A., Wang W., Hassan Y.I., Abraham N., Li X.Z., Zhou T.// Front. Bioeng. Biotechnol. 2021. V 9. https://doi.org/10.3389/fbioe.2021.630551
  13. Stuible M., Gervais C., Lord-Dufour S., Perret S., L’Abbé D., Schrag J. et al. // J. Biotechnol. 2021. V. 326. P. 21–27.
  14. Kusakabe T. // J. Pharmacol. Sci. 2023. V. 151. № 3. P. 156–161.
  15. Thoring L., Dondapati S.K., Stech M., Wüstenhagen D.A., Kubick S. // Scientific Reports. 2017. V. 7. № 1. P. 1–15.
  16. Iwasaki A. // Annu Rev Microbiol. 2012. V. 66. P. 177–196.
  17. Mojzesz M., Rakus K., Chadzinska M., Nakagami K., Biswas G., Sakai M. et al. // Int. J. Mol. Sciences. 2020. V. 21. № 19. P. 7289. https://doi.org/10.3390/ijms21197289
  18. Ha T.K., Kim Y.G., Lee G.M. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2014. V. 98. № 22. P. 9239–9248.
  19. Yang W.C., Lu J., Nguyen N.B., Zhang A., Healy N.V., Kshirsagar R. et al. // Mol Biotechnol. 2014. V. 56. № 5. P. 421–428.
  20. Backliwal G., Hildinger M., Kuettel I., Delegrange F., Hacker D.L., Wurm F.M. // Biotechnol Bioeng. 2008. V. 101. № 1. P. 182–189.
  21. Avello V., Torres M., Vergara M., Berrios J., Valdez-Cruz N.A., Acevedo C. et al. // PLoS One. 2022. V. 17. № 11. P. e0277620. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0277620
  22. Ha T.K., Kim D., Kim C.L., Grav L.M., Lee G. M. // Biotechnol Adv. 2022. V 54. P. 107831. https://doi.org/10.1016/j.biotechadv.2021.107831
  23. Патент Россия. 2020. RU2749459C1.
  24. Патент Россия. 2021. RU2752858C1.
  25. Dobson L.J., Saunderson S.C., Smith-Bell S.W.J., McLellan A.D. // Immunol Cell Biol. 2023. V 101. № 9. P. 847–856.
  26. Kupcsik L. // Methods Mol Biol. 2011. V. 740. P. 13–19.
  27. YekrangSafakar A., Mehrnezhad A., Wu T., Park K. // Biotechnol Bioeng. 2022. V. 119. № 6. P. 1498–1508.
  28. Hou X., Wei W., Fan Y., Zhang J., Zhu N., Hong H. et al. // Appl Microbiol Biotechnol. 2017. V. 101. № 13. P. 5259–5266.
  29. Gilchuk I., Gilchuk P., Sapparapu G., Lampley R., Singh V., Kose N. et al. // Cell. V. 167. № 3. P. 684–694.
  30. Kaever T., Meng X., Matho M. H., Schlossman A., Li S., Sela-Culang I. et al. // J Virol. 2014. V. 88. № 19. P. 11339–11355.
  31. Ivics Z., Hackett P.B., Plasterk R.H., Izsvák Z. // Cell. 1997. V. 91. № 4. P. 501–510.
  32. Niers J.M., Chen J.W., Weissleder R., Tannous B.A. // Anal Chem. 2011. V. 83. № 3. P. 994–999.
  33. Патент США. 2008. US8241870B2.
  34. Gräslund S., Savitsky P., Müller-Knapp S. // Methods Mol. Biol. 2017. V. 1586. P. 337–344.
  35. Petris G., Vecchi L., Bestagno M., Burrone O.R. // PLoS One. 2011. V. 6. № 8. P. e23712. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0023712.
  36. Predonzani A., Arnoldi F., López-Requena A., Burrone O.R. // BMC Biotechnol. 2008. V. 8. P. 41. https://doi.org/10.1186/1472-6750-8-41.
  37. Rubiyana Y., Damajanti Soejoedono R., Santoso A. // Indonesian Journal of Biotechnology. 2020. V. 25. № 1. P. 28. https://doi.org/10.22146/ijbiotech.52621.
  38. Wulhfard S., Baldi L., Hacker D.L., Wurm F. // Biotechnol. 2010. V. 148. № 2–3. P. 128–132.
  39. Fomina-Yadlin D., Mujacic M., Maggiora K., Quesnell G., Saleem R., McGrew J.T. // J. Biotechnol. 2015. V. 212. P. 106–115.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Карта плазмидного вектора pVEAL-BirA (а) и последовательность кассеты экспрессии гена BirA (б).

Скачать (245KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Карта плазмидного вектора pVEAL2 (а) и генов M1R (б) и B7R (в), содержащих сигнальный пептид секреции, метки his-tag и avi-tag.

Скачать (283KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Жизнеспособность клеток СHO-K1 (1) и СHO-BirA (2) при культивировании в присутствии различных концентраций биотина.

Скачать (49KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Вестрен-блот анализ биотинилированных белков: M1 (а) и B7 (б), 1, 3 – выделенных из культуральной среды с добавлением экзогенного биотина, 2, 4 – из культуральной среды без биотина, М – маркер.

Скачать (120KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Уровень биотинилирования (%) белка В7 вируса натуральной оспы в зависимости от концентрации биотина в культуральной среде. Представлены значения, нормализованные по максимальной оптической плотности.

Скачать (58KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Количество общего и биотинилированного рекомбинантного белка B7 (а) и М1 (б) вируса натуральной оспы в культуральной среде, в зависимости от концентрации энхансеров в среде.

Скачать (348KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024